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L’hémoglobinurie paroxystique nocturne (ou syndrome de Machiafava-Michelli) est une pathologie rare, acquise et chronique qui survient à la suite d’une expression clonale et non maligne de cellules progénitrices hématopoïétiques ayant acquis une mutation somatique dans le gène PIG-A (bras court du chromosome X). Ce gène code pour une enzyme qui catalyse la première étape de la biosynthèse du groupe d’ancrage glycosyl-phosphatidyl-inositol (GPI), conditionnant ainsi l’absence totale ou partielle d’expression des protéines ancrées à la membrane GPI, telles que CD55 et CD59.

Ceci entraîne l’action du complément sur les érythrocytes dépourvus de ces protéines et une hémolyse conséquente. L’intensité de l’hémolyse dépend de la taille du clone, du degré de perturbation cellulaire et de l’activation du complément.

Bien que cette mutation se manifeste cliniquement sur les érythrocytes, elle entraîne également l’absence ou la diminution de l’expression d’autres protéines membranaires sur les leucocytes : CD14 sur les monocytes et CD16, CD24 et CD66b sur les granulocytes.

Dans cette pathologie, on distingue deux types de cellules : les cellules HPN de type II et les cellules HPN de type III. Les premiers sont partiellement déficients en GPI (et ses protéines associées) alors que les seconds sont totalement déficients.

Il existe trois types de PNH :
– PNH classique avec un clone granulocytaire proche de 50% et des signes cliniques d’hémolyse ou de thrombose intravasculaire sans signe d’insuffisance médullaire.
– PNH dans le cadre d’une autre pathologie hématologique, qui présente un clone granulocytaire de moins de 30% et des signes évidents d’hémolyse avec une autre pathologie médullaire associée (anémie aplastique, SMD ou myélofibrose primaire, etc.)
– PNH infraclinique, qui présente un clone de moins de 1% mais sans signe d’hémolyse et est généralement associée à une aplasie médullaire.

Le clone issu de cette cellule mutée et toute sa descendance conservent leur capacité normale de prolifération et de différenciation et ne semblent pas présenter d’instabilité génétique ou de capacité de transformation différente de leurs homologues normaux.

Les manifestations de cette maladie sont une hémolyse intravasculaire caractérisée par une anémie hémolytique chronique avec des épisodes aigus (hémolyse nocturne avec hémoglobinurie matinale), la coexistence très fréquente d’un certain degré d’insuffisance médullaire et de thrombose, en particulier dans des sites inhabituels.

En raison de sa spécificité et de sa sensibilité élevées, la cytométrie en flux multiparamétrique (CMF) est la méthode de choix pour le diagnostic de cette maladie. Il est utilisé pour la détection et la quantification des cellules déficientes en GPI, ainsi que pour la sous-classification des types cellulaires.

Ces dernières années, des progrès importants ont été réalisés dans la connaissance des meilleurs marqueurs afin d’augmenter la sensibilité et la spécificité dans la recherche de clones, certains anticorps traditionnels (CD55, CD66b, etc.) tombant en désuétude.).

A l’heure actuelle, la meilleure approche est l’association d’un dérivé fluorescent de l’aérolysine, toxine bactérienne modifiée (FLAER), et du CD157.

Le FLAER est produit en marquant par fluorescence une variante inactive de la protéine aérolysine (toxine bactérienne). Le réactif se lie sélectivement aux protéines de surface liées au GPI, mais ne se lie pas aux cellules HPN en l’absence d’un tel ancrage. Ce marqueur n’est pas évalué dans les érythrocytes car il se lie de manière non spécifique.

L’inclusion de ces réactifs a considérablement amélioré la sensibilité de la technique, permettant l’identification claire de petits clones.

Du Cibic, à travers le service 1525 (Étude de l’HPN par cytométrie en flux), nous disposons des ressources nécessaires pour le dépistage, le diagnostic et le suivi de l’HPN.

Pour le dépistage initial de cette maladie, ainsi que pour évaluer la taille du clone, il est préférable de commencer l’analyse sur les populations granulocytaires et monocytaires (perte partielle ou totale de FLAER, CD16 et CD14, respectivement) plutôt que sur les globules rouges (perte partielle ou totale de CD59), car l’analyse sur ces derniers peut prêter à confusion en raison d’épisodes d’hémolyse et/ou de transfusions avant l’étude.

Les images suivantes montrent la différence entre un patient normal et un patient présentant des clones d’HPN.

Type d’échantillon, conservation et expédition :
Dans tous les cas, le prélèvement de choix est le sang périphérique anticoagulé à l’EDTA (l’héparine ou le citrate peuvent être utilisés), ce qui exclut les prélèvements de moelle osseuse, dans lesquels la présence d’éléments immatures peut conduire à un diagnostic erroné.

Les mêmes doivent être conservés à température ambiante et doivent être envoyés au laboratoire dans les 24 h suivant l’extraction. S’il ne peut être traité dans ce laps de temps, il faut ajouter le stabilisateur TransfixTM, qui permet de garder l’échantillon stable pendant 7 jours.

Prescription disponible au Cibic

Référence:
1. Bioq. Viviana Novoa. Diagnostic des clones de HPN par cytométrie en flux. 72e Congrès argentin de biochimie.
2. Torreguitart F., Iommi P., Sandoval M., Gaite A., Agriello E. Hémoglobinurie nocturne paroxystique : diagnostic par cytométrie en flux multiparamétrique (SAH). HEMATOLOGIE Volume 20 nº 3 : 354 – 357 septembre – décembre 2016.
3. Gabriela Díaz Domínguez. Vianed Marsán Suárez. Amanda Sánchez Ballester. Diagnostic par cytométrie en flux de l’hémoglobinurie paroxystique nocturne. Journal cubain d’hématologie, d’immunologie et d’hémothérapie. Volumen 35, Nro 1 (2019).
4. Lignes directrices pour le diagnostic et la surveillance de l’hémoglobinurie paroxystique nocturne et des troubles connexes par cytométrie en flux- Borowitz et al. Cytométrie Partie B (Cytométrie clinique) 78B:211-230 (2010).
5. Parker C, Omine M, Richards S, Nishimura J, Bessler M, Ware R et al. Diagnostic et gestion de l’hémoglobinurie paroxystique nocturne. Blood 2005 ; 106 : 3699-709.
6. Hernández-Campo PM, Almeida J, Matarranz S, de Santiago M, Sánchez ML, Orfao A. Analyse quantitative de l’expression des protéines ancrées au Glycosylphosphatidylinositol au cours de la maturation de différents compartiments de cellules hématopoïétiques de la moelle osseuse normale. Cytometry 2007 ; 72B : 34-42.
7. Bioq. Nora Silvia Halperin. Diagnóstico de HPN (Rol de la Citometría de Flujo). Curso ABA 2017.

Pour plus d’informations ou pour consulter:
Secteur : Citometría de Flujo
Bioq. Mariel Ambrosi
Tec. María Victoria Rodriguez
Téléphone : +54-0341-4722424 int. 259

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